На искусственных питательных средах можно выращивать

Особенности культивирования отдельных групп прокариот

Спирохеты – хемоорганотрофные бактерии, являются аэробными, факультативно анаэробными или анаэробными микроорганизмами.

Медицинское значение имеют представители родов Treponema, Borrelia, Leptospira.

Трепонемы (возбудители сифилиса, фрамбезии и эндемического сифилиса) являются факультативными анаэробами, черезвычайно прихотливы и не растут на искусственных питательных средах, в куриных эмбрионах или на культурах клеток. Те разновидности их штаммов, которые удается выращивать являются, вероятно, сапрофитными трепонемами, близкими к возбудителю сифилиса. Для их культивирования используют МПБ или печеночный бульон с добавлением кусочков печени и яичек кролика. Можно применять бульон из бычьего сердца с тиогликолятом Na или МПБ, дополненный кроличьей, лошадиной сывороткой, асцитической жидкостью, сывороткой человека. Посевы культивируются в анаэробных условиях при 35 0 С, рост появляется на 3-5 сут культивирования. Эти штаммы (культуральные трепонемы) используют при изготовлении антигенов для серодиагностике сифилиса. Единственным способом выращивания патогенных для человека трепонем также является заражение кролика в яичко (экспериментальный орхит).

Боррелии, вызывающие у человека эпидемический возвратный тиф, клещевые боррелиозы, в том числе болезнь Лайма, являются микроаэрофилами, растут при 20-37 0 С, рН – 7,2-7,4 на специальных средах, содержащих кровь, сыворотку, ткани животного происхождения (среды Аристовского-Гельцера, Клиглера-Робертсона), залитых сверху тонким слоем вазелинового масла. Первые генерации боррелий появляются на 4. 7, 14 день выращивания, что обнаруживается при микроскопии мазков. Кроме того, боррелии можно культивировать на хорион-аллантоисной оболочке куриного эмбриона. Боррелии, вызывающие эндемические возвратные тифы, активно размножаются в организме белых мышей и морских свинок, вызывая септицемию.

Лептоспиры (возбудители лептоспироза) являются гидробионтами, а по типу дыхания аэробами. Выращиваются на стерильной дистиллированной воде с добавлением 10% кроличьей сыворотки (среда Уленгута); пептона, поваренной соли и фосфатной буферной смеси (среда Ферворта-Вольфа) или полужидкой агаровой среде с гемолизированной кроличьей кровью. Развиваются медленно, на 5-7 день и позднее при температуре 28-30 0 С. Жидкие питательные среды при этом остаются прозрачными, иногда может быть легкая опалесценция. Рост лептоспир контролируют микроскопируя препарат «висячая» капля в темнопольном или фазово-контрастном микроскопе. В полужидких средах образуются колонии округлой формы диаметром 1-3 мм.

Микоплазмы являются хемоорганотрофами, факультативными анаэробами, хотя лучше растут в аэробной среде и только немногие виды — в анаэробных условиях. Они прихотливы к условиям культивирования; в питательные среды необходимо вносить нативную сыворотку, холестерин, нуклеиновые кислоты, витамины, различные соли. Питательные среды могут быть полужидкие, жидкие и плотные, состоящие из 7 частей основной среды (перевар сердечной мышцы крупного рогатого скота), 1 части 25%-ного экстракта свежих дрожжей и 2 частей непрогретой лошадиной сыворотки (среды разработанные В.Д. Тимаковым, Г.Я. Каган). За рубежом широкое использование получили жидкая и плотная питательные среды фирмы Дифко, а также дифференциальная агаровая среда А-7. Оптимальная температура для роста микоплазм в агаровых культурах 36,5-37 0 С, рН – 7,0, при повышении рН до 8 микоплазмы гибнут.

При нанесении капли материала, содержащего микоплазмы, она адсорбируется агаром, образуя уплотнение между его нитями. В результате размножения микоплазм, внутри нитей агара формируется маленькая сферическая колония, которая растет и через 24-28 часов инкубации достигает поверхности водной пленки, в результате образуются две зоны роста — мутный гранулярный центр, врастающий в среду, и плоская ажурная полупросвечивающая периферическая зона (вид «глазуньи»). Спустя 3-5 сут инкубации колонии могут достигать размера 1,5-2 мм, но чаще они так малы, что их трудно увидеть невооруженным глазом и посевы просматривают при малом увеличении микроскопа. Микоплазмы образуют колонии более крупные, чем уреаплазмы (15-60 мкм в диаметре).

На полужидких средах микоплазмы растут по ходу посева уколом, формируя крошковатые колонии, а на жидких питательных средах вызывают опалесценцию или тонкую жирную пленку, а иногда придонный рост.

Патогенные микоплазмы хорошо размножаются в культурах тканей (Hep-2, HeLa), вызывая через 72-86 час резкую дегенерацию клеток – цитопатогенный эффект, сапрофитные виды таким свойствам не обладают. Кроме того, в литературе имеются отдельные сообщения об успешном моделировании экспериментальной уреаплазменной инфекции на обезьянах при интрауретральном инфицировании свежевыделенными штаммами микоплазм человеческого происхождения.

Среди актиномицетов встречаются как облигатные, так и факультативные анаэробы. Они способны расти при температуре от 3-7 0 С до 40 0 С, температурный оптимум 35-37 0 С, оптимальная рН от 6,0 до 6,8, для роста требуют СО₂. Цвет и размеры колоний на питательных средах актиномицетов вариабельны и видоспецифичны. Молодые колонии более тонкие, плоские и круглые, легко снимаются с поверхности петлей. Зрелые культуры гладкие или исчерченные, складчатые или бугристые, мягкой восковидной или крошковидной консистенции, прочно спаяны с питательной средой. Поверхность колоний у одних гладкая, у других бархатистая, пушистая или мучнистая, это связано с образованием воздушного мицелия и спор. Пигментация колоний — характерный признак актиномицетов: колонии могут быть фиолетового, синего, красного, желтого, зеленого, черного, серого, белого цвета.

Актиномицеты растут на обычных бактериологических средах – сывороточном мясо-пептонном агаре, кровяном агаре и на агаризированной среде с сердечно-мозговой вытяжкой. Можно использовать среды Сабуро, Чапека. Посевы инкубируют как в аэробных, так и в анаэробных условиях в течение 1-2 недель. Некоторым медленно растущим штаммам может требоваться инкубация даже до 1 месяца. Поэтому питательную среду наливают в чашки Петри толстым слоем, чтобы избежать ее полного высыхания, и помещают во влажную камеру. Ветвящийся мицелий на поверхности агара можно наблюдать в микроскопе уже через 24 часа после посева, видимые невооруженным глазом колонии появляются обычно на 3-4 сут, а зримый воздушный мицелий со спорами может появиться лишь через 7-14 суток.

Биологический метод при работе с актиномицетами практически не применяется, хотя известно, что к нокардиям при внутрибрюшинном заражении восприимчивы морские свинки и кролики.

Риккетсии являются облигатными внутриклеточными паразитами и не размножаются на искусственных питательных средах. Для их культивирования используют живые системы.

1. Эпидермо-мембранный метод (метод А.В. Пшеничного и Б.И. Райхера). Принцип его заключается в том, что с кожи трупа снимают путем термической обработки эпидермальный слой в виде тонкой пленки, то есть тончайшей мембраны. Эпидермальную мембрану натягивают на кормушку и закрепляют. В кормушке на эпидермо-мембрану высыпают вшей, а под мембрану подводят небольшое количество дефибринированной крови, содержащей риккетсии. Кормушку нагревают до 32-37 0 С. Вши сосут кровь и заражаются риккетсиями. Размножаясь в эпителиальных клетках кишечника риккетсии через 8-9 дней накапливаются во вшах. Затем их растирают в ступке, и взвесь очищают путем фильтрации и центрифугирования (в настоящее время метод имеет историческое значение).

2. Метод Кокса (заражение куриных эмбрионов в полость желточного мешка). Для этого используют 6-7-дневные эмбрионы. Работа производится в боксах с тщательным соблюдением стерильности. После дезинфекции 50% спиртом и 5% йодной настойкой скорлупы тупого конца яйца пробуравливают отверстие над вершиной воздушной камеры и в него вводят шприц, содержащий 0,4-0,5 мл инфицирующего материала. Контролируя положение иглы с помощью овоскопа, прокалывают хорион-аллантоисную оболочку, проходят аллантоисную полость и входят в желточный мешок. Отверстие в скорлупе закрывают расплавленным стерильным парафином, и зараженные эмбрионы помещают в термостат при 35-37 0 С. Максимальное накопление риккетсий происходит на 8-10 день. Риккетсии размножаются в ткани стенки желточного мешка и при гибели клеток легко из них освобождаются. При вскрытии зараженных эмбрионов желточный мешок извлекают стерильным пинцетом и из него готовится суспензия на стерильном физиологическом растворе, которую используют для приготовления риккетсиозных антигенов и вакцин.

3. Метод культуры тканей. Риккетсии можно выращивать в культурах in vitro на многих типов клеток млекопитающих: Hep-2, HeLa, Detroit-6 (костный мозг грудины человека), L-мышиных фибробластах, фибробластах куриных эмбрионов и других. Метод культуры ткани не нашли широкого применения для выделения и идентификации риккетсий, но позволили выяснить вопросы взаимоотношения возбудителя с клеткой- хозяином. Риккетсии культуре клеток накапливаются медленно и в небольшом количестве, поэтому клеточные культуры нужно поддерживать в течение нескольких недель, прежде чем появятся признаки инфекции. При инфицировании клеток риккетсии не остаются в цитоплазме до ее деструкции, а свободно выходят и проникают в соседние клетки. Температурный оптимум — 32-35 0 С, рН – 7,4-7,8, солевой состав в культуральной среде обеспечивается смесью жидкости Тироде с сывороткой морской свинки или кролика.

4. Метод заражения лабораторных животных (биологический метод). В настоящее время для культивирования риккетсий широко используют морских свинок и белых мышей. Других животных заражают редко, только для специальных исследований. Морских свинок заражают внутрибрюшинно или интратестикулярно (в толщу яичек). У животных развивается лихорадка, а в случае эндемических риккетсиозов развивается специфический периорхит, сопровождающийся накоплением риккетсий в мезотелии влагалищных оболочек яичка. Риккетсии выделяют из крови, селезенки, почек, надпочечников, но особенно много их в мозговой ткани животного. Для размножения риккетсий Провачека чаще всего используют белых мышей, заражая их интраназально. Наиболее чувствительны молодые мыши, весом 10-15 г. Инфицирование их производится под эфирным наркозом с инсталляцией в ноздри 10 кап риккетсиальной взвеси. При такой дозе мыши погибают на 4-5 сут. При вскрытии извлекают легкое, из которого, в среднем, получают до 20-25 млрд. риккетсий.

Хламидии вызывают у человека орнитоз, трахому, бленнорею новорожденных с включениями, болезнь Рейтера, венерическую лимфогранулёму, урогенитальные инфекции. Хламидии, также как и риккетсии культивируются в организме чувствительных животных, в культурах тканей, в желточном мешке куриного эмбриона.

1. Биологический метод. Исследуемым материалом заражают новорожденных морских свинок и белых мышей. Новорожденные мыши погибают при внутримозговом заражении через 5-10 сут от пневмонии. При внутрибрюшинном заражении гибель животных отмечается на 3-4 сут на фоне пневмонии и перитонита. При микроскопическом исследовании клеток пораженных органов обнаруживаются хламидийные включения, наибольшее количество возбудителя отмечается в легких, печени, селезенке.

2. Заражение куриных эмбрионов. Наиболее эффективно заражение 7-дневных куриных эмбрионов в желточный мешок и 9-11-дневных в полость аллантоиса. Гибель эмбрионов происходит уже на 4 сут, температура инкубации 36 0 С. Препараты отпечатки и мазки окрашивают акридиновым оранжевым, по Романовскому-Гимзе, Макклавелла и исследуют под микроскопом для обнаружения включений. При отрицательных результатах делают слепые пассажи, то есть из желточных мешков готовят 20% суспензию на фосфатном буфере, которой вновь заражают партию новых куриных эмбрионов.

3. Метод культуры тканей. Исследуемым материалом заражают культуры клеток – L; Hep-2; HeLa; линии клеток Мак-Коя. Эффективность заражения клеток хламидиями возрастает при обработке культуры цитостатиками или центрифугирования после внесения инфицированного материала в культуру. Культуры клеток обычно выращивают на покровных стеклах, которые вынимают, фиксируют и красят через 24-28 час после заражения. Если цитоплазматические включения хламидий не обнаруживаются, культивирование продолжают до 6-10 сут (температура 35-36 0 С). К этому сроку при наличии хламидий в монослое клеток формируются цитолитические бляшки (зоны гибели клеток).

Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском:

1. Культивирование микробов на искусственных питательных средах. Свойства и состав искусственных питательных сред. Классификация искусственных питательных сред по назначению.

Питательной средой называют среды, содержащие различные соединения сложного или простого состава, которые применяются для размножения микроорганизмов в лабораторных или промышленных условиях.

Любая питательная среда должна отвечать следующим требованиям:

содержать все необходимые для размножения определённых микробов вещества в легкоусвояемой форме (источники углерода, азота, кислорода, водорода, неорганические соединения, факторы роста),

иметь оптимальные влажность, вязкость, pH,

быть изотоничной и по возможности прозрачной.

По назначению выделяют искусственные питательные среды:

• Элективные (селективные) – на которых лучше растёт какой-то определённый микроорганизм (напр., висмут-сульфитный агар для рода Salmonella)

• Среды обогащения – стимулируют рост какого-то определённого микроорганизма, ингибируя рост других (напр., среда, содержащая селенит натрия, таурохолевокислый натрий и бриллиантовый зелёный, стимулирует рост родаSalmonella и ингибирует рост E. Coli)

• Дифференциально-диагностические — для изучения и идентификации отдельных групп, видов бактерий, биоваров (напр., среды Левина, Плоскирёва – для диагностики дизентерии, род Shigella, от других представителей кишечной группы)

• Консервирующие – для сохранения патогенных микроорганизмов живыми в клиническом материале при их пересылке.

2. Клеточный иммунный ответ: спонтанный, индуцированный, гзт. Медиаторы и эффекторные реакции клеточного иммунного ответа.

Клеточный иммунный ответ подразумевает формирование клона лимфоцитов (К-лимфоциты, цитотоксические лимфоциты), способных разрушать клетки мишени, мембраны которых содержат чужеродные материалы (например, вирусные белки).

В отличие от гуморального иммунитета кот осущ-ся при помощи АТ, клеточный иммунитет подразумевает защиту организма при помощи клеток иммунной системы. Клеточный иммунитет обеспечивает сзащиту 3мя основными способами: 1)активируя антиген-специфические Т-лимф., кот распознают и уничтожают чужеродные АГ. 2)активируя макрофаги и Т-киллеры, кот разрушают внутриклеточные патогенны. 3)стим. секрецию цитокинов, кот обеспечивают согласованную реакцию различных клеток иммунной системы.

Клеточный иммунный ответ направлен в основном против микроорганизмов невосприимчивых к действию фагоцитов или поражающих другие клетки (вирусов, внутриклеточных грибов), а также против опухолевых клеток. Большое значение имеет в реакциях отторжения тканей.

1. Микрофлора воздуха. Источники и пути попадания патогенных микробов в воздух. Санитарно- показательные микробы воздуха. Методы санитарно-бактериологической оценки воздуха.

Воздух как среда обитания менее благоприятна для микрооргнизмов, чем почва и вода, т.к. в нем не содержится или мало содержится питательных веществ. Состав микрофлоры воздуха зависит от микрофлоры почвы и воды, а также от времени года и метеорологических условий. Видовой состав микробов довольно разнообразен. Чаще всего это спороносные микробы, а также сарцины, дрожжи, пигментообразующие бактерии, актиномицеты и плесневые грибы. Распространение патогенных и условно-патогенных бактерий воздушным путём связано с их устойчивостью к высушиванию. Патогенные микроорганизмы попадают в воздух из мокроты и слюны при кашле, разговоре и чихании. Таким воздушно-капельным путем происходит заражение многими острыми репираторными заболеваниями, гриппом, корью, коклюшем, дифтерией, легочной чумой. Также распространение может осуществляться «пылевым» путем. Когда выделение больного высыхает образуются частички пыли с микроорганизмами, потоками воздуха они могут разноситься. Пылевой способ играет особую роль в эпидемиологии туберкулеза, дифтерии, туляремии и др. заболеваний. Санитарно-бактериологическая оценка воздуха: микробное число – количество микробов в 1 куб.метре воздуха. Для определения микробного числа воздуха изпользуют метод Коха (чашечный или седиментационный), так же используют метод Кротова ( аспирационный мотор в аппарате Кротова крутится с определенной скоростью и засасывает воздух сквозь щель на чашку Петри, при этом происходит посев микробов. Затем подсчитывают число колоний), и метод Дьяконова ( пропускают воздух через стерильный физ.раствор, затем засевают 1 мл р-ра на чашку Петри ии ставят в термостат, считают число колоний). Санитарно-показательные микробы воздуха: альфа и бетта стрептококк, золотистый стафилококк. Среда для посева – кровяной агар.

Особенности подбора питательной среды для бактерий

Бактерии – живые организмы. Выращивать их хоть и трудно, но интересно. Микробиология до сих пор еще не научилась культивировать большую часть известных видов бактерий. Именно получение нужных питательных сред и создание оптимальных условий, обеспечивающих рост микроорганизмов в искусственных условиях, – одна из основных задач этой науки. Бытовой же интерес к культивированию микробов формируется из двух основных составляющих: желания научиться самостоятельно идентифицировать микроорганизмы и попытки использовать их для решения собственных утилитарных задач. Для успешной постановки эксперимента исследователю необходимо выделить чистую культуру и подобрать оптимальную питательную среду для бактерий.

Выделение чистой культуры

В природе бактерии чистыми культурами не живут. В ста случаях из ста они обитают микробными сообществами, которым присуще функциональное разделение ролей. Одни микроорганизмы дают пищу другим, третьи создают условия для существования четвертых и так далее. Такой принцип общежития, увеличивающий жизнеспособность бактерий в окружающей среде, создает определенную трудность для исследователя: необходимость выделения чистой культуры из бактериального сообщества для ее предметного изучения.

Сегодня микробиология использует следующие способы выделения чистых культур:

1. Метод Дригальского используется для выделения аэробов (кислорододышащих микроорганизмов). Проводится в несколько этапов, на каждом из которых исследуемое бактериальное сообщество разделяется на более мелкие сообщества. Изучается их рост и характер развития до выделения чистой культуры.
2. Метод Коха, при котором для выделения чистых культур используется бактериологическая петля и полурасплавленный агар-агар. Внутрь вязкого агар-агара бактериологической петлей поселяют колонию, при этом хорошенько размешивают ее по всей поверхности. После того, как агар-агар застывает, делают еще три-четыре разведения, материал для которого берется в каждой новой партии. К последнему разведению в агар-агаре содержится уже минимальное количество бактерий, пригодных для выделения. Изолированную колонию переселяют на свежую питательную среду.
3. Метод Вейнберга. Применяется для выделения анаэробных микроорганизмов. Используется с применением анаэростата. Бактерий разводят по методу Коха 6-7 раз, после каждого разведения отправляют в анаэростат. Последнюю пробирку со средой и с бактериальной колонией быстро охлаждают и заливают парафином с вазелиновым маслом, которые перекрывают доступ кислорода в пробирку. В результате колония анаэробных микроорганизмов растет под наблюдением исследователя, который всегда может изучить поселение в пробирке и определить рост колонии, а также характер ее развития.

Внешне чистая культура представляет собой однородный обособленный нарост на питательной среде для бактерий. Такие иногда можно увидеть на испорченных продуктах питания. Считается, что именно в одном таком обособленном наросте обитают бактерии, произошедшие из одной бактериальной клетки.

Микробиология за свою историю изобрела много способов для выделения чистых бактериальных культуры. Многие из них невозможно использовать в домашних условиях. И это при том, что даже для использования простых способов выделения чистых культур исследователю придется приобретать определенное количество лабораторных приспособлений. Но если простые чашки Петри, трубки Бурри и тот же анаэростат приобрести вполне по силам, то многие другие лабораторные установки требуют капитальных финансовых вложений.

Культивирование колоний микроорганизмов: принципы

После выделения чистой колонии исследователь должен определить наилучшие условия для ее культивирования.

Следует учесть, что в окружающем мире рост и развитие бактерий сильно ограничены внешними условиями. В процентном соотношении бактерии используют только 1% от своих возможностей. Пересаживая же бактериальную культуру на питательную среду для выращивания, человек должен искусственно создать оптимальные условия для развития именно этой бактерии, что даст ей возможность задействовать весь свой потенциал. В противном случае рост культуры не будет заметен и как такового выращивания не произойдет.

Одной из основных задач микробиологов является определение максимальной питательной смеси для каждого вида бактерий (особенно это важно для тех микроорганизмов, которых задействуют для промышленных производств), чтобы получить их максимальную производительность.

В микробиологии есть ряд требований к питательным средам, на которых допускается возможность культивирования чистых бактериальных колоний:

• среда должна содержать факторы, обеспечивающие рост данной культуры (витамины, аминокислоты);
• допустимый для данной среды фактор рН;
• давление среды не должно быть выше или ниже давления внутри клетки (изотоничность);
• стерильность;
• прозрачность среды, чтобы у исследователя была возможность наблюдать рост и развитие культур.

Принципы культивирования молочнокислых бактерий

К проблеме выращивания молочнокислых бактерий человек имеет определенное отношение с тех давних времен, когда начал употреблять в пищу кисломолочные продукты. Но эти неконтролируемые способы получения в домашних условиях продуктов кисломолочного брожения имеют весьма опосредованное отношение к научно обоснованным способам культивирования представителей рода Лактобацилл.

Цель выращивания штаммов (чистых культур) бактерий рода Лактобацилл – не только промышленное производство молочных продуктов, но и получение наиболее эффективны штаммов пробиотиков и выявление среди бактериальных сообществ молочнокислых бактерий с условно-патогенной и патогенной природой.

Один из самых распространенных способов выращивания молочнокислых представителей рода Лактобациллы – использование в качестве питательной среды для культивирования гидролизатов молочных белков (частично разрушенных пептидов). Именно в таком частично расщепленном виде представители рода Лактобациллы наилучшим образом усваивают необходимые им питательные вещества.

В быту гидролизаты чаще всего можно найти в питательных молочных смесях для вскармливания грудных детей либо в обезжиренном сухом молоке. Чтобы рост колоний молочнокислых бактерий происходил активнее, в питательную среду добавляются протеолитические ферменты (ферменты, способствующие расщеплению связей между аминокислотами в белках).

Благодаря добавлению таких ферментов, для колонии молочнокислых бактерий, которая выращивается, отпадает необходимость самостоятельно продуцировать ферменты, расщепляющие молочные белки. Вся энергия бактерий тратится на рост, размножение и увеличение биомассы, что зачастую является основной целью культивирования молочнокислых бактерий.

Цена одного килограмма питательной среды – около 50 долларов США. Однако само оборудование для выращивания этих микроорганизмов очень недешево.

Культивирование анаэробных представителей рода Энтерококков

Для анаэробных представителей рода Энтерококков необходимо соблюдение специфических требований по выделению и выращиванию этих микробов в лабораторных условиях. Специфика связана с тем, что необходимо контролировать режим доступа света и тепла, которые обеспечивают рост колонии. Хоть микроорганизмы, относящиеся к виду кишечной палочки (Эшерихия Коли), и являются факультативными анаэробами, то есть могут жить в присутствии кислорода, метаболизм этих организмов происходит только в анаэробных условиях, в отсутствие кислорода.

Выращивание этих анаэробных микроорганизмов опасно в домашних условиях.

Питательная среда для выращивания представителей рода Энтеробактерии – кишечной палочки – агар-агар с добавлением:

• сорбита,
• сульфита натрия,
• хлорида натрия.

Такая среда была сконструирована для представителей рода Энтеробактерии – кишечной палочки, после установления ее способности ферментировать (перерабатывать) сорбитол.

Посев с представителями рода Энтеробактерии обязательно нужно держать в темных местах, без доступа света, в термостате при температуре 30°С. К увеличению роста колонии этих анаэробных организмов приводит добавление в питательную среду глюкозы.

Выращивание представителей рода Энтеробактерии – кишечной палочки осуществляется с целью выработки анатоксина кишечной палочки (вещества, препятствующего токсикации организма вследствие отравления продуктами жизнедеятельности кишечной палочки).

Оптимальные питательные среды для микробиологических исследовательских лабораторий находятся в свободной продаже. Цена питательной смеси для выделения и культивирования анаэробных бактерий не слишком высока. Но одной питательной среды мало. Ни одна лаборатория не обойдется без целого ряда специального оборудования, цена на которое очень высокая, и достать его довольно сложно.

Работаю врачом ветеринарной медицины. Увлекаюсь бальными танцами, спортом и йогой. В приоритет ставлю личностное развитие и освоение духовных практик. Любимые темы: ветеринария, биология, строительство, ремонт, путешествия. Табу: юриспруденция, политика, IT-технологии и компьютерные игры.

Устройство для выращивания растений на искусственных питательных средах

Иллюстрации 3

Категории

Патент 262541

Устройство для выращивания растений на искусственных питательных средах

К АВТОРСИОМУ СВИДЕТЕЛЬСТВУ

Зависимое от авт. свидетельства №

Заявлено 26.II.1966 (> 1058481/30-15) с присоединением заявки №

Опубликовано 26.I.1970. Бюллетень ¹ 6

Дата опубликования описания 21 V.1970

Комитет по делам изобретений и открытий при Совете 1.1иииотрое

УДК 631 589.2(088.8) !!

H Л. Воробьева, Н. Д. Келлер, Д. А. Лакиза, Ю, Н, Липов, В. А. Терпигорев, P. И. Штрейс, А, Д. Лакиза и Л. А.; Ивтодий,, Всесоюзный научно-исследовательский институт сельскохозяйственного машиностроения и совхоз «Тепличный»

УСТРОЙСТВО ДЛЯ ВЫРАЩИВАНИЯ РАСТЕНИЙ HA

ИСКУССТВЕННЫХ HHTATEJlbHblX СРЕДАХ

Из вестны различные устройства теплиц для выращивания растений на гравийных субстратах, при которых питательный раствор периодически подаегся в гравий по субирригационному методу.

В односекционных системах раствор подается одновременно на всю площадь, занятую культурой. Экономические сообр ажения огр аничивают область применения односекционных систем, Например, для орошения площади гравия 800 лгз с толщиной слоя субстрата

20 см при современных конструкциях стеллажей необходимо иметь запас раствора не менее 80,и .

Анализ стоимости строительства гидропони кумов показывает, что затраты на сооружение резервуара и водонепроницаемых беToHHbIx вместилии субстрата составляют соответственно 3 и 30 /О от общей стоимости строительства теплицы.

Был предложен способ секционирования, при котором площадь, занимаемую под культуру, разбивают на изолированные друг от друга равные участки-секции, и раствор подают поочередно в каждую секцию. Этот способ позволил уменьшить габариты резервуара н объем циркулирующего раствора пропорционально числу секций. Однако способ секционировапия по сравнению с односекционной системой имеет также ряд недостатков: питание растений в разных секциях происходит со значительной разницей во времени, усложнилось устройство ирригационной системы, появился новый сложный механический узел — распределитель раствора со специальным дриводом, уход и эксплуатация оборудования также усложнились, так как для управления распределением раствора необходима разветвленная релейная электросхема.

10 Секции гидропонных теплиц в известных устрой ствах выполняются либо в;виде GIIJIQIIIных корыт-бассейнов, либо в виде стеллажей шириной от 30 см и больше, соединяемых по торцам в единую секцию трубопроводом с

15 вводными патрубками.

Недостатком стеллажной секции является трудность достижения одновременности и равномерности .наполнения и слива всех стеллажей питательным раствором. Для регули20 рования равномерности применяют вентили на вводных патрубках. Применение вентилей с вводными чатрубками и уравнительных труб не дает необходимой равномерности, так как место соединения трубы со стеллажом созда25 ет большие гидравлические потери. Усиление же напора в трубах для достижения необходимого уровня раствора в конце стеллажа приводит к превышению уровня раствора в начале стеллажа, что нежелательно по агро30 техническим требованиям. Поэтому известные

60 в гидропонике технические решения не,позволяют изменить пьезометриечский уклон фильтрующегося через корнеобитаемую среду питательного раствора.

Другой существенный недостаток известных систем, как стеллажных, так и со оплошными бассейнами, состоит в том, что расход материалов для строительства стеллажей, расход питательного раствора и субстрата в .несколько раз превышают количество, .необходимое для обеспечения потребности корневой системы.

Потреоности корневой системы в ми неральном питании, в частности, в гидропонных системах, можно удовлетворить при очень небольших объемах корнеобитаемой среды (100 — 150 см ). Однако в производсввенных условиях приемлемо лишь такое устройство

— вегетационных участков, которое обеспечило бы циркуляцию питательного расввора через субстрат в пределах: 15 20 мин — наполнение и 20 — 15 мин — слив. При этом приходится идти на увеличение .минимально необходимого объема ко рнеоб итаемой среды на одно растение до б000 см .

Предлагаемое устройство отличается тем, что, с целью упрощения системы подачи раствора, снижения строительных и эксплуатационных затрат лри выращивании растений основной культуры с раз ветвленной вегетативной частью блок вегетационных стеллажей, равномерно размещенных по площади теплицы, имеет суммарную площадь поверхности субстрата не более 20 /о от ин вентарной.

На чертеже приведена схема предлагаемого устройства.

Оно представляет собой блок стеллажей в виде

ОСНОВНЫЕ ПРИНЦИПЫ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

Для выделения чистой культуры микроорганизмов, изучения их биологических свойств с целью идентификации, а также для получения биомассы необходимо размножить микроорганизмы в условиях лаборатории. Культивирование, или выращивание, микробов возможно лишь при создании определенных условий для их жизнедеятельности. Большинство бактерий, дрожжей, плесеней культивируют на искусственных питательных средах. Вирусы и риккетсии размножаются только в живых клетках, культуре тканей, курином эмбрионе или в организме животного.

Искусственные среды, применяемые для культивирования микроорганизмов, должны соответствовать определенным требованиям: быть легкоусвояемыми, с необходимым составом азотистых и углеводных веществ, витаминов, необходимой концентрацией солей, с определенным водородным показателем (рН среды); обладать буферными- свойствами; иметь оптимальный окислительно-восстановительный потенциал.

Питательные среды должны также содержать достаточное количество воды и обязательно быть стерильными, т. е. до посева не содержать микроорганизмов. Источником азота в средах могут быть различные органические, редко — неорганические соединения. Часто к безбелковым средам добавляют пептон, представляющий собой продукт неполного гидролиза белка. Протеолитические микроорганизмы в качестве азотистого вещества могут использовать желатин («животный студень»). Источником углерода в питательных средах чаще служат углеводы, спирты, некоторые органические кислоты.

Для приготовления искусственных питательных сред можно использовать различные естественные продукты: молоко, кровь, сыворотку, мясо, желток куриного яйца, картофель и другие органические вещества и минеральные соли.

Искусственные питательные среды по назначению подразделяют на четыре основные группы: универсальные, специальные, избирательные (элективные) и дифференциально-диагностические.

К универсальным средам относят мясо-пептонный бульон и мясо-пептонный агар, на которых растут многие виды патогенных и непатогенных бактерий. Специальные среды применяют для выращивания бактерий, не размножающихся на универсальных средах. К специальным относят среды с молоком, сывороткой крови, с добавлением крови животных, глюкозы и др. На них выращивают молочнокислые бактерии, патогенные и другие микроорганизмы.

В избирательных (элективных) средах хорошо развиваются только бактерии определенных видов. К таким средам относятся среды обогащения, в которых интересующий исследователя вид растет быстрее сопутствующих бактерий. Например, среда Кесслер, содержащая в своем составе генцианвиолет и желчь крупного рогатого скота, элективна для устойчивых к. этим веществам грамотрицательных кишечных палочек и вместе с тем селективна для чувствительных грамположительных бактерий.

Дифференциально-диагностические среды используют для дифференциации определенных видов бактерий по их культуральным и биохимическим свойствам. К ним относятся:

среды для определения протеолитической активности (мясопептонный желатин — МПЖ, молочный агар и др.);

среды для определения ферментации углеводов (среды Гисса, Эндо, Плоскирева и др.);

среды для определения гемолитической способности (кровяной агар и другие среды с добавлением крови животных);

среды для определения восстановительной (редуцирующей) способности микроорганизмов (среда Вильсон-Блера);

селективные среды, применяемые для дифференциации прототрофных и ауксотрофных бактерий.

По консистенции питательные среды могут быть плотными, полужидкими и жидкими. Для получения сред плотной консистенции’ к жидким средам добавляют 2-2,5 % агара или 10-20 % желатина. Полужидкие среды получают при добавлении 0,5- 1,0 % агара. Агар (по-малайски «желе») — плотное волокнистое вещество, получаемое из красных водорослей и образующее в водных растворах плотный гель (студень). Он состоит в основном из полисахаридов (70-75 %). Основными компонентами агара являются высокомолекулярные вещества агароза и агаропептин, которые не расщепляются и не усваиваются микроорганизмами. В связи с этим агар не является питательным субстратом, его добавляют в среды исключительно для получения плотной консистенции. Агар расплавляется в воде при 100 °С, а застывает при 40-43 °С. Его выпускают в виде желтоватых пластинок или серовато-белого порошка.

Осмотические условия, необходимые для жизнедеятельности микробов, создают в питательной среде добавлением хлорида натрия или определенным сочетанием солей фосфата натрия и фосфата калия.

Для жизнедеятельности микроорганизмов большое значение имеет реакция среды — водородный показатель (рН), который определяется соотношением водородных (Н + ) и гидроксильных (ОН — ) ионов. Он представляет собой логарифм числа абсолютной концентрации водородных ионов.

Водородный показатель нейтральной реакции соответствует 7,0. В этом случае число водородных ионов равно числу гидроксильных. Показатель ниже 7,0 указывает на кислую реакцию, а выше 7,0 — на щелочную. Микроорганизмы приспособились развиваться в условиях с чрезвычайно широким диапазоном рН — от 2,0 до 8,5. Большинство сапрофитных и патогенных микроорганизмов культивируют при слабощелочной реакции среды с рН 7,2-7,4. Для культивирования молочнокислых бактерий, дрожжей и плесеней необходима кислая реакция среды, рН 5,0-6,5.

В настоящее время многие питательные среды выпускают в виде готовых сухих сред-полуфабрикатов, содержащих все необходимые для жизнедеятельности микроорганизмов ингредиенты. Для приготовления питательной среды порошок разводят водой, полученную смесь кипятят, устанавливают необходимое значение рН и стерилизуют.

Большое значение для роста и размножения микроорганизмов на искусственных питательных средах имеют температурные условия. По отношению к температурному режиму все микроорганизмы делят на три группы: психрофильные (холодолюбивые), мезофильные (средние), термофильные (теплолюбивые). Температурные границы размножения у психрофилов составляют от 0 до 20 °С, у мезофилов — от 20 до 45 °С, у термофилов — от 45 до 70 °С.

При выращивании аэробов посевы культивируют в термостатах при доступе кислорода воздуха, т. е. в обычных условиях. Для культивирования анаэробов создают бескислородные условия, которые можно достичь физическими, химическими и биологическими методами. Используют также анаэробные термостаты.

Физические методы основаны на создании вакуума в специальных аппаратах анаэростатах или в вакуум-эксикаторах, в которые сначала помещают посевы, а затем в аппаратах создают разрежение.

Иногда воздух в анаэростатах заменяют углекислым газом, азотом или другим инертным газом. Доступ кислорода в питательную среду можно затруднить, если культивировать анаэробов в глубине столбика питательного агара или внутри запаянных стеклянных трубок. Анаэробные условия можно создать и более простыми способами: с помощью слоя агара, залитого поверх посевов на плотной питательной среде, или с помощью вазелинового масла, которым покрывают жидкую питательную среду (среда Китта-Тароцци).

Химические методы заключаются в том, что в эксикатор с посевами помещают химические вещества, например пирогаллол и щелочь, реакция между которыми идет с поглощением кислорода.

Биологический метод основан на одновременном культивировании аэробов и анаэробов на плотных питательных средах в герметически закупоренных чашках Петри. При этом кислород поглощается растущими аэробами, посеянными на одной половине среды, после чего начинается рост анаэробов, посев которых сделан на другой половине.

ОБРАЗОВАНИЕ МИКРООРГАНИЗМАМИ ПИГМЕНТОВ И АРОМАТИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ. СВЕЧЕНИЕ МИКРОБОВ

Пигменты.Некоторые виды бактерий и грибов, обитающих в почве, воде и воздухе, способны вырабатывать красящие вещества, называемые пигментами.

Пигменты подразделяют на растворимые в воде, растворимые в спирте, нерастворимые в воде и спирте. Различают также хромопарные пигменты, которые поступают во внешнюю среду, и хромофорные пигменты, находящиеся в цитоплазме, вакуолях и оболочке.

Образование пигментов происходит при хорошем доступе кислорода, у большинства видов при рассеянном солнечном свете и оптимальной температуре 20-25 °С.

Микроорганизмы выделяют различные пигменты, цвет которых определяют по окраске колоний на плотной питательной среде, а иногда по цвету жидкой питательной среды. Растворимый в воде синий пигмент пиоцианин образует синегнойная палочка (Pseudomonas aeruginosa). Пигмент вызывает порок молока, окрашивая его в синий цвет. Зеленый водорастворимый пигмент флюоресцин образуют флюоресцирующие палочки (Ps. fluorescens); красный, растворимый в спирте пигмент продигиозин продуцирует чудесная палочка (Serratia marcescens). Пигменты красного цвета могут выделять также актиномицеты и дрожжи, розовый пигмент — дрожжи и розовый микрококк. Стафилококки образуют пигменты золотистого, белого и желтого цветов. Колонии сарцин окрашиваются в желтый, лимонный или золотистый цвет. Плесневые грибы продуцируют преимущественно нерастворимые в воде и спирте пигменты черного, зеленого, бурого, шоколадно-коричневого цветов. Бурого цвета пигмент образуют некоторые штаммы спорообразующих гнилостных аэробов (грибовидная, капустная палочки).

При отсутствии благоприятных условий пигментобразующие микроорганизмы не продуцируют пигменты и образуют бесцветные (серовато-белые колонии).

Пигментообразование у микробов имеет определенное физиологическое значение. Пигменты обеспечивают защиту клеток от природной ультрафиолетовой радиации, участвуют в биохимических реакциях, обладают антибиотическим действием.

Ароматические вещества.Некоторые микроорганизмы в процессе жизнедеятельности вырабатывают летучие ароматические вещества, сообщающие молочным продуктам (маслу, сыру) приятные специфические запах и вкус. Из этих веществ наибольшее значение имеют диацетил, летучие кислоты, этиловый спирт, уксусноэтиловый и уксусноамиловый эфиры и др.

Среди молочнокислых бактерий наиболее интенсивно выражено ароматообразование у гетероферментативных молочнокислых стрептококков Lactococcus diacetylactis, Leuconostoe cremoris, Leuconostoc dextranicum.

На интенсивность ароматообразования влияют температура сквашивания молока, реакция и окислительно-восстановительные условия среды. Оптимальными условиями ароматообразования для молочнокислых стрептококков являются: температура 23-25 °С; рН среды около 5,0; окислительно-восстановительный потенциал Eh 6; периодическое перемешивание закваски с целью обогащения ее кислородом.

Ароматические вещества при длительном хранении продукта разрушаются, особенно при высоких плюсовых температурах.

Свечение микроорганизмов.Свечение (люминесценция) представляет собой своеобразную форму освобождения энергии при окислительных процессах. Светящиеся микроорганизмы могут вызывать свечение различных пищевых продуктов (мяса, рыбы, сыра и т. д.). Они проникают в тело мелких ракообразных, обусловливая яркое свечение этих животных ночью у берега моря. У некоторых рыб светящиеся бактерии являются постоянными симбионтами (сожителями), служащими источником света. Светятся некоторые грибы, живущие в старых пнях и корнях деревьев.

Светящиеся бактерии называют фотобактериями. К ним относятся некоторые кокки, вибрионы, палочки, красящиеся по Граму отрицательно, не образующие спор.

Большая часть видов светящихся бактерий являются аэробами, они не вызывают гниения, растут на рыбных и мясных субстратах, культивируются в обычных средах. Оптимальная температура роста и свечения 15-18 °С, содержание хлорида натрия около 3 %. Типичным представителем фотогенных микробов является Fotobacterium phosphoreum — неподвижная кокковидная палочка, развивающаяся при 28 °С, при температуре выше 30 °С рост прекращается. Протеолитические свойства не выражены, желатин не разжижает.

Подавляется развитие фотогенных микробов при уменьшении концентрации солей в среде, под действием сульфаниламидных и других химических препаратов, звуковых колебаний, механического растирания, при экстракции различными растворителями, медленном автолизе и др.

Эмбриокультура — культура зародышей

Опубликовано вт, 29/11/2011 — 13:41 пользователем admin

Постгамная несовместимость при удаленной гибридизации возникает после оплодотворения. Часто при этом образуется невсхожие семяна. Причиной этому может быть расхождение во времени развития зародыша и эндосперма. При слабом развитии эндосперма зародыш бывает не способен к нормальному прорастанию. В этих случаях изолируют зародыш и выращивают его на питательной среде. Выращивание зародышей на искусственных питательных средах называется эмбриокультурой или культурой зародышей in vitro. Этот метод основан в 1904 г. Ханнигом. Культивирование in vitro зародышей предусматривает выращивание зародышей на специально подобранных средах в асептических условиях, предварительно изолированных из созревшего (нормально сформированного) семени, из недозрелого семени (на ранних стадиях развития). В первом случае зародыши полностью дифференцированы, во втором — они находятся в разных фазах развития [3, 4].

Практическое значение культуры зародышей, изолированных из созревших семян заключается в ускоренном получении растений из семян, плохо или совсем не прорастающих, а также в выведении зародыша из состояния покоя, который начинается еще во время созревания семян на растении. Состояние покоя зародыша может быть коротким, но иногда для его преодоления нужно применять специальные приемы воздействия на семена, такие как стратификация — действие пониженных температур или скарификация — повреждение кожицы твердого семени в целях повышения способности к набуханию для ускорения прорастания. В основном механизмы состояния покоя и прорастания семян зависят от освещения, температуры хранения, наличия эндогенных ингибиторов. В частности семена некоторых многолетних растений, размножающихся вегетативно, в естественных условиях не прорастают. Метод эмбриокультуры – культура зародышей используют для изучения, а также эффективного преодоления состояния покоя семян. Выращивание в стерильных условиях на искусственных питательных средах позволяет применять различные вещества для преодоления покоя и стимулирования роста зародыша [1].

Во время культивирования изолированных зародышей из созревшего семени обычно используют простую минерально-сахарозную среду без витаминов и регуляторов роста, поскольку биологически активные вещества часто вызывают появление ненормальных форм с искаженными отдельными органами и каллусообразованием [1, 3, 4]. Зародыши, как правило, выделяют из созревшего семени после набухания. Семена стерилизуют, иногда дополнительно обжигают в пламени спиртовки, а затем в стерильных условиях выделяют зародыши. Из сухих семян выделить зародыши труднее, но возможно, если этого требуют условия опыта или культивирования. Культивирование зародышей из созревших семян относительно несложное, поэтому может быть организовано в любой лаборатории биологического профиля.

Зародыши, изолированные на ранних стадиях развития с недозрелого семени или семенных зачатков сразу после оплодотворения, очень маленькие, имеют малые размеры органов, из которых они выделяются, поэтому их культивирования связано с определенными технологическими трудностями. Сложным является подбор питательной среды, которая должно обеспечить развитие зародыша до его нормального состояния в зрелом семени с последующим поддержанием прорастания и роста. Требования к физиологически активных веществам среды разные на разных стадиях развития зародыша. Так, комплексные органические добавки (эндосперм недозрелых кокосовых орехов, каштана или грецких орехов, злаков в стадии молочной спелости) нужны для созревания (дифференциации) зародыша. Однако после дифференциации последнего они могут вызвать ненормальное разрастание органов зародыша, поэтому его переносят на питательную среду другого состава.

Зародыши с недозрелого семени культивируют не только на поверхности агаровой полутвердой среды, но и в жидкой питательной среде, в атмосфере азота. Упомянутые выше условия культивирования зародыша подтверждают тот факт, что зародыш на разных этапах своего развития требует особых, характерных только для данного этапа, условий питания и других внешних факторов. В изолированной культуре выращиваются зародыши не только в стадии, когда преобладают процессы развития собственно зародыша, а и тогда, когда происходят процессы разделения только оплодотворенной яйцеклетки, например на очень ранней стадии 4-х клеток.

Культивирование очень малых, совсем не дифференцированных зародышей характеризуется рядом трудностей, которых можно избежать, выращивая семена зачатка с кусочками тканей, к которым они крепятся и за счет которых питаются (с плацентой). Для этого полностью культивируется завязь с плацентой и семяпочкой, которые впоследствии созревают до проэмбрио или зиготы [1]. Оптимальной длиной неспелого зародыша для получения хорошо развитых и быстрорастущих проростков кукурузы является 4,5 — 5 мм, что характерно зародышам на 14 — 18 суток после опыления в зависимости от условий выращивания [2].

Несмотря на трудности, связанные с выделением и выращиванием завязей из недозрелого семени, метод используется для отдаленных скрещиваний, в результате которых образуется нежизнеспособный зародыш. Если зародыш погибает не в результате генетических отклонений, а в результате несовместимости с эндоспермом, то культивирование зародыша на питательной среде позволяет получить ценные гибридные растения. Таким образом, получены межродовые и межвидовые гибридные растения.

Метод культуры незрелых зародышей зачастую используется тогда, когда невозможно эффективно получить определенную генетическую комбинацию желаемых признаков традиционными методами. В основном барьер несовместимости при развитии гибридного зародыша возникает на средних и поздних стадиях эмбриогенеза. Обычно это проявляется в нарушении развития эндосперма или полном его отсутствии, что приводит к гибели зародышей. Специально подобранный состав компонентов питательных сред для культивирования незрелых зародышей предоставляет все необходимые вещества для нормального развития зародыша и, таким образом, заменяет эндосперм.

Важнейшим требованием при работе с изолированными зародышами является выбор питательной среды, способной поддерживать их рост и развитие. Несмотря на то, что состав питательных сред изменяется в зависимости от вида культивируемых зародышей, очевидно, что чем моложе зародыш, тем выше требования к составу питательных сред. Например, если относительно зрелые зародыши можно выращивать на средах только с добавлением солей и сахарозы, то для нормального развития зародышей, изолированных на ранних стадиях, необходимые витамины, аминокислоты, фитогормоны, а также сложные комплексные добавки в виде экстракта дрожжей, гидролизата казеина, кокосового молока и т.д. Рекомендуется также добавление маннитола и других компонентов, обеспечивающих оптимальное осмотическое давление, необходимое для правильного развития зародыша. Полученные гибридные растения доращивают в условиях теплиц [1]. Экспериментально было доказано, что лучшими режимами для проращивания неспелых зародышей кукурузы следует считать 27 о С круглосуточно и 27 о С в день и -15 0 С ночью, в зависимости от генотипа [2]. Что касается оптимизации состава питательной среды, доказано, что введение в его состав 2,5 г / л активированного угля не отражалось на прорастании, но позволило при приготовлении среды получать более стабильные значения рН [2]. Эта мера позволила независимо от марки агара получать хорошее развитие корневой системы и без повреждений выделять проростки из пробирок и пересаживать в грунт. При необходимости стимулировать прорастание молодых (12-суточных) зародышей следует использовать 1 мг / л 6-БАП [2].

Кроме преодоления нежизнеспособности незрелых зародышей метод эмбриокультуры важен для решения других проблем, в частности получения линий и сортов растений, старые семена которых почти утратил свою жизнеспособность, но одновременно растения очень важны для определенной селекционной программы. В последнее время большое значение приобретает применение эмбриокультуры – культуры зародышей в селекции для получения удаленных серверов гибридов сельскохозяйственных культур [1].

Если гибридные зародыши абортируют на ранних стадиях развития, то изолирование их и культивирование в условиях in vitro не имеет положительных последствий. Нормальное развитие эмбрионов в этом случае возможно из изолированных семенных зачатков. Основные преимущества этого метода в том, что состав питательных сред проще, чем в случае культивирования незрелых зародышей. Более того, семенные зачатки выделяются гораздо легче, чем незрелые зародыши.

Кроме того, метод эмбриокультуры – культуры зародышей позволяет проводить отбор устойчивых к болезням растений на раннем этапе их развития при условии, что реакция взрослого растения совпадает с реакцией проростков, полученных из зародышей [1].

Используя метод эмбриокультуры – культура зародышей для исследования зависимости развития зародышей растения-хозяина и паразита, можно культивировать семена и эмбрионы некоторых облигатных паразитов в асептических условиях in vitro. Таким образом, знание методов прорастания семян и роста эмбрионов, а также их чувствительности к различным компонентам питательной среды способствует установлению контроля над развитием паразита и растения-хозяина с помощью соответствующих химических средств или поиска таких форм растений, которые являются антагонистами паразита.

Применение метода эмбриокультуры – культура зародышей позволяет даже в условиях отсутствия полноценного искусственного климата при минимальных затратах получать дополнительные генерации и в этот способ ускорять селекционный процесс, при переводе линий кукурузы на цитоплазматическую мужскую стерильность [2].

1. Мельничук М.Д., Новак Т.В., Кунах В.А. Біотехнологія рослин: Підручник – К.: ПоліграфКонсалтинг, 2003. – 520с.
2. Сатарова Т.М. Андрогенез та ембріокультура у кукурудзи in vitro .Дис… доктора біол. наук. – Дніпропетровськ, 2002. – 537 с.
3. Шевелуха В.С., Калашникова Е.А., Дегтярев С.В., Кочиева Е.З., Прокофьев М.И. и др. Сельскохозяйственная биотехнология. – М.: Высшая школа, 1998. – 416с.
4. Шевелуха В.С., Калашникова Е.А., Воронин Е.С. и др. Сельскохозяйственная биотехнология. – М.: Высшая школа, 2003. – 469с.

Автор статьи и фото (зародыши кукурузы, полученные in vitro) в статье: Ляпустина Е.В.

Как вам статья?